Molekylär och serologisk diagnostik

Molekylär diagnostik påvisar patogenens nukleinsyra, antigentest identifierar patogenprotein och serologi mäter värdens antikroppssvar. Kliniskt korrekt användning kräver att metodens analytiska egenskaper vägs samman med provlokal, sjukdomsfas, immunstatus och pretest-sannolikhet. Inget laboratoriefynd bör tolkas frikopplat från epidemiologi, symtomduration och frågeställning.

Diagnostiska principer och val av metod

Infektionsdiagnostik kan delas in i direkt och indirekt diagnostik. Direkt diagnostik påvisar patogenen eller någon av dess beståndsdelar: nukleinsyra med nukleinsyraamplifieringstest, NAAT, antigen med immunanalys, hela mikroorganismen med mikroskopi eller replikerande agens genom odling. Indirekt diagnostik påvisar värdens immunsvar, vanligen specifika antikroppar i serum eller plasma. Molekylär diagnostik och antigenanalys används därför framför allt för att styrka aktuell eller nyligen genomgången infektion, medan serologi kan ge stöd för nylig infektion, tidigare exposition, vaccination eller immunitet.

Detekterad nukleinsyra är inte liktydigt med levande patogen. DNA eller RNA kan kvarstå efter att replikationen upphört, och ett positivt PCR-resultat bevisar därför inte i sig smittsamhet. Odling har den principiella fördelen att den visar viabelt och replikerande agens, men är långsammare, mer arbetskrävande och för vissa virus tekniskt omöjlig eller förenad med betydande biosäkerhetskrav. Virusodling kan ta från dagar till veckor, medan molekylär analys ofta besvaras samma dag. Mikroskopi kan visa morfologi eller antigenlokalisation men har vanligen lägre sensitivitet och större operatörsberoende.

Metodvalet utgår från vilken fråga som ska besvaras. Screening kräver hög sensitivitet och kompletteras ibland med ett mer specifikt konfirmationstest. Kvantifiering används exempelvis för att följa viremi och behandlingseffekt, medan genotypning och resistensanalys behövs när genetiska skillnader påverkar smittspårning, prognos eller läkemedelsval. Ett kliniskt diagnostiskt test är inte automatiskt lämpligt för bedömning av immunitet eller smittsamhet; varje sådan användning måste vara validerad.

Provval, provtagning och tidsfönster

Provet bör tas där patogenen replikerar eller utsöndras vid den aktuella sjukdomsfasen. Luftvägsinfektion undersöks ofta med nasofarynx- eller svalgprov, gastrointestinal infektion med feces och encefalit eller meningit med likvor. Vesikelmaterial är ofta mest informativt vid aktiv herpesviruslesion, medan blod eller plasma är relevant vid viremi. Urin kan vara lämpligt vid renal eller urogenital utsöndring och vävnadsbiopsi vid lokaliserad organinfektion.

Direktdiagnostik ger vanligen högst utbyte tidigt, när mängden patogen eller antigen är störst. Ett sent taget prov kan vara negativt trots genomgången infektion. Omvänt kan vissa infektioner ge långvarig eller intermittent utsöndring, särskilt hos immunsupprimerade. Negativt prov från fel anatomisk lokal utesluter inte infektion på annan plats; vid pneumoni kan exempelvis prov från nedre luftvägarna vara mer relevant än ett nasofarynxprov.

Serologi kräver att ett mätbart antikroppssvar har hunnit utvecklas. Under perioden före serokonversion kan både IgM och IgG vara negativa. Vid retrospektiv diagnostik tas därför ett akutprov tidigt i förloppet och ett konvalescentprov 2–4 veckor senare. En minst fyrfaldig titerstegring ger starkare stöd för nylig infektion än ett enstaka positivt prov.

Ålder och immunstatus påverkar provstrategin. Spädbarn kan ha maternellt överförda IgG-antikroppar, vilket försvårar serologisk tolkning. Immunsupprimerade kan få fördröjt eller uteblivet antikroppssvar men samtidigt långvarig viremi eller lokal utsöndring. Hos dessa patienter bör direktdiagnostik prioriteras och upprepade eller multipla provlokaler övervägas.

Preanalytik, transport och provberedning

Preanalytiska fel uppkommer före själva mätningen och kan inte alltid upptäckas av analysinstrumentet. Provet ska märkas med säker patientidentitet, provtyp, anatomisk lokal samt provtagningsdatum och tid. Kliniska uppgifter om symtomdebut, immunstatus, vaccination och behandling förbättrar laboratoriets möjlighet att välja metod och tolka fyndet.

För pinnprov används vanligen sterila syntetiska, gärna flockade, provtagningspinnar med plast- eller metallskaft. Flockningen underlättar upptag och frisättning av celler och sekret. Pinnen placeras omedelbart i validerat transportmedium. Material som frigör inhibitorer eller binder analyten kan försämra både odling och molekylär analys.

Korttidsförvaring sker ofta vid 2–8 °C och transporten bör vara så snabb som möjligt. Vid längre förvaring används vanligen omkring −70 °C, beroende på patogen och laboratoriets metodanvisning. Provet kan aliquoteras före infrysning så att upprepade frys–tiningscykler undviks. Sådana cykler kan försämra nukleinsyra och antigen samt reducera viabiliteten vid odlingsfrågeställning.

Transport av potentiellt infektiöst material sker med trippelförpackning: tätt primärkärl, absorberande material och tätt sekundärkärl samt ett skyddande ytteremballage. Kategorisering, märkning och eventuell kyltransport ska följa gällande transportregler. Ett tekniskt perfekt test kan inte kompensera för provförväxling, fel lokal eller material som förstörts under transport.

Nukleinsyraextraktion och analytiska kontroller

Nukleinsyraextraktion syftar till att frigöra och rena DNA eller RNA. Celler, kapsider och membran lyseras kemiskt, enzymatiskt eller mekaniskt. Nukleinsyran binds därefter ofta till en kiseldioxidbaserad yta eller magnetiska partiklar, tvättas för att avlägsna protein, salter, nukleaser och inhibitorer och elueras i en ren buffert.

RNA är särskilt känsligt för nedbrytning av ribonukleaser, som är stabila och förekommer på hud, ytor och i biologiskt material. Snabb provhantering, RNas-fria reagens och adekvat temperatur är därför centrala vid RNA-diagnostik. För RNA-mål följs extraktionen av revers transkription till komplementärt DNA, om inte analysplattformen integrerar detta i samma reaktion.

Kontroller läggs på olika nivåer eftersom de övervakar skilda felkällor:

Ett prov utan målsignal är sant tolkningsbart som negativt först när relevanta kontroller har godkänts. Om internkontrollen fallerar men övriga körningskontroller fungerar är resultatet vanligen ogiltigt, inte negativt. Om den negativa kontrollen blir positiv måste kontamination misstänkas och hela körningen eller berörda delar av den bedömas på nytt.

PCR: molekylär mekanism och analysformat

PCR kräver templat, två primrar, värmestabilt DNA-polymeras, nukleotider, magnesium och buffert. Under denatureringen separeras dubbelsträngat DNA genom upphettning. När temperaturen sänks binder framåt- och bakåtprimern till komplementära sekvenser på var sin sträng. Under elongeringen förlänger polymeraset primrarna i 5′→3′-riktning.

De nybildade produkterna fungerar som templat i nästa cykel. Vid ideal effektivitet fördubblas mängden målsekvens varje cykel och ökningen blir exponentiell, ungefär (N=N_0 \times 2^n). I verkliga reaktioner begränsas effektiviteten av bland annat primerdesign, sekundärstrukturer, reagensförbrukning och inhibitorer. Efter många cykler övergår reaktionen i en platåfas.

Realtids-PCR kan använda ett interkalerande färgämne som fluorescerar när det binder dubbelsträngat DNA. Metoden är enkel men signalen är inte sekvensspecifik; även ospecifika produkter kan detekteras. En sekvensspecifik hydrolysprob binder mellan primrarna och klyvs under elongeringen, vilket separerar fluorofor från quencher och ökar fluorescensen. Probformatet ger högre specificitet och möjliggör multiplexning med olika fluoroforer.

Primrar och prober bör riktas mot en region som är tillräckligt konserverad inom målgruppen men skiljer sig från närbesläktade organismer och humant DNA. Mutation i ett bindningsställe kan försämra inbindningen och ge svag eller utebliven signal, så kallad allelic dropout. Analyser mot flera målregioner eller återkommande in silico-övervakning av cirkulerande sekvenser minskar denna risk.

Kvantitativ PCR, Ct-värden och digital PCR

Under realtids-PCR registreras fluorescensen cykel för cykel. Tidiga cykler utgör en baslinje där signalen inte säkert kan skiljas från bakgrund. När amplifikationen blir mätbar passerar kurvan en definierad fluorescenströskel. Det cykelnummer där detta sker kallas cycle threshold, Ct, eller motsvarande instrumentspecifik beteckning.

Ett lågt Ct-värde innebär att målsekvensen nådde tröskeln efter få cykler och talar, allt annat lika, för större mängd nukleinsyra i reaktionen. Ct påverkas emellertid av provvolym, extraktionsutbyte, transport, målgen, primer–prob-system, reaktionsvolym, instrument, tröskelinställning och amplifieringseffektivitet. Ct-värden från olika analyser är därför inte direkt jämförbara och kan inte utan särskild validering omvandlas till smittsamhet.

Absolut kvantifiering görs med en standardkurva av kända koncentrationer. Ct avsätts mot logaritmen av koncentrationen, och det okända provets mängd interpoleras inom analysens validerade linjära område. Resultat kan anges i kopior/mL eller, när internationell standard finns, internationella enheter per milliliter, IE/mL. Kvantifieringsgränsen är högre än den lägsta nivå där målet ibland kan detekteras.

Relativ kvantifiering jämför målsekvensens förändring mellan prov, ofta normaliserad mot en referensgen. Digital PCR delar i stället reaktionsblandningen i många små partitioner. Efter amplifiering klassificeras varje partition som positiv eller negativ, och ursprungskoncentrationen beräknas med Poissonmodell för sannolikheten att en partition innehöll en eller flera målmolekyler. Metoden ger absolut kvantifiering utan extern standardkurva och är användbar för låga variantfrekvenser, men kräver noggrann kontroll av partitionering, tröskelsättning och provets representativitet.

Alternativa amplifierings- och snabbmetoder

Isoterma metoder amplifierar nukleinsyra vid konstant temperatur och behöver därför inte en termocykler. Loop-mediated isothermal amplification, LAMP, använder flera primrar och ett strängförskjutande polymeras för att skapa stora mängder produkt med karakteristiska loopstrukturer. Recombinase polymerase amplification, RPA, använder rekombinasmedierad primerinbindning och strängförskjutning vid relativt låg, konstant temperatur.

Den enklare temperaturstyrningen kan ge kort svarstid och möjliggöra analys nära patienten. Signal kan avläsas med fluorescens, turbiditet, färgomslag eller lateralflödesformat. Nackdelar är komplex primerdesign, begränsad multiplexkapacitet och kontaminationsrisk när stora mängder amplikon bildas. Laboratoriebaserad realtids-PCR erbjuder ofta bättre standardisering, kvantifiering och spårbarhet.

CRISPR-Cas-baserad diagnostik kombinerar sekvensspecifik igenkänning med signalgenerering. En guide-RNA styr exempelvis Cas12 eller Cas13 till målsekvensen. Målbindningen aktiverar kollateral klyvning av märkta reporteroligonukleotider, vilket frigör fluorescerande eller lateralflödesavläsbar signal. Metoden kombineras ofta med RPA eller annan föramplifiering och kan ge svar inom en timme, men kräver optimerade guider och kontroller mot korsreaktion.

Syndromiska multiplexpaneler kan samtidigt undersöka ett tjugotal agens från ett enda prov. De är värdefulla när flera patogener ger likartad klinik eller när snabb isolerings- och behandlingsstyrning behövs. Ett brett positivt fynd är dock inte alltid sjukdomsorsaken: panelen kan påvisa kolonisation, asymtomatiskt bärarskap, saminfektion eller kvarvarande nukleinsyra. Panelens innehåll får inte ersätta klinisk prioritering eller riktad kompletterande diagnostik.

Analytisk och klinisk prestanda

Analytisk prestanda beskriver hur metoden fungerar under definierade laboratorieförhållanden. Detektionsgränsen, limit of detection, är den lägsta nivå som kan påvisas med angiven sannolikhet. Kvantifieringsgränsen är den lägsta nivå där mängden kan bestämmas med acceptabel precision och riktighet. Analytisk specificitet avser förmågan att reagera med avsett mål utan korsreaktion med andra sekvenser eller substanser.

Klinisk sensitivitet påverkas även av provtagningstid, anatomisk lokal och referensdefinition för sjukdom. Klinisk specificitet påverkas av om testet påvisar ett faktiskt etiologiskt relevant agens eller exempelvis kolonisation. Ett test kan således ha utmärkt analytisk specificitet men lägre klinisk specificitet i en population där positiva fynd ofta är irrelevanta för symtomen.

Positivt prediktivt värde, PPV, och negativt prediktivt värde, NPV, är prevalensberoende. Vid låg pretest-sannolikhet blir andelen falskt positiva bland alla positiva större, även om testets specificitet är hög. Om 10 000 låg-riskpersoner testas vid 1 % prevalens med 99 % sensitivitet och 99 % specificitet erhålls ungefär 99 sant positiva och 99 falskt positiva; endast omkring hälften av de positiva svaren motsvarar då verklig sjukdom.

Likelihoodkvoter är mindre prevalensberoende. Positiv likelihoodkvot beräknas som sensitivitet/(1−specificitet), och negativ likelihoodkvot som (1−sensitivitet)/specificitet. Pretest-odds multipliceras med likelihoodkvoten för att ge posttest-odds. I praktiken innebär detta att ett oväntat positivt resultat vid mycket låg pretest-sannolikhet ofta kräver konfirmation.

Tolkning och felkällor vid molekylär diagnostik

Falskt negativa resultat kan bero på prov taget för tidigt eller för sent, otillräcklig provtagning, låg eller intermittent patogenbörda och fel anatomisk lokal. Transportskada, RNA-nedbrytning, otillräcklig extraktion och inhibitorer i exempelvis feces, blod eller sputum kan också minska signalen. Mutationer i primer- eller probbindningsställen kan ge nedsatt amplifiering eller fullständigt allelic dropout.

Falskt positiva resultat uppkommer främst genom kontamination med positivt patientmaterial, kontrollmaterial eller tidigare amplifierade produkter. Risken motverkas genom separerade arbetszoner, enkelriktat arbetsflöde, filterspetsar, slutna realtidssystem och regelbunden miljökontroll. Kontaminationsmönster kan misstänkas när negativa kontroller blir positiva eller flera prover får oväntat likartade svaga signaler.

Ett positivt NAAT-resultat visar att målsekvensen fanns i det analyserade provet. Det visar inte automatiskt att patogenen är levande, replikerande eller överförbar. Nukleinsyra kan finnas kvar efter utläkt infektion, och mängden i provet påverkas av både biologiska och preanalytiska faktorer. Smittsamhetsbedömning kräver därför kunskap om patogenens kinetik, provlokal, symtomduration och ibland odling eller annan markör för replikation.

Svagt positiva, oväntade eller kliniskt inkongruenta fynd bör bedömas tillsammans med laboratoriet. Handläggningen kan omfatta omprov från samma eller annan lokal, analys av en alternativ målsekvens, sekvensering, serologi eller odling. Ett resultat nära detektionsgränsen kan variera mellan positivt och negativt vid upprepning på grund av slumpmässig fördelning av få målmolekyler.

Sekvensering, genotypning och resistensdiagnostik

Sangersekvensering används för definierade PCR-amplikon och ger vanligen en konsensussekvens från en avgränsad region. Metoden lämpar sig för konfirmation, subtypning och resistensanalys när relevanta mutationer är kända. Minoritetsvarianter ger dock ofta svaga blandtoppar och kan missas om de utgör en liten andel av viruspopulationen.

Riktad next-generation sequencing, NGS, sekvenserar många utvalda gener eller amplikon parallellt. Helgenomsekvensering täcker hela eller nästan hela patogenens genom och ger hög upplösning för utbrottsspårning och fylogenetisk analys. Agnostisk metagenomik sekvenserar i princip allt nukleinsyrainnehåll i provet och kan identifiera oväntade eller tidigare okända agens, men stora mängder värd-DNA eller värd-RNA kan dominera datamängden.

Arbetsflödet omfattar extraktion, eventuell omvänd transkription, fragmentering eller amplifiering, adapterligering och bibliotekspreparation. Värdbakgrunden kan reduceras genom filtrering, nukleasbehandling, selektiv amplifiering eller hybridiseringsbaserad anrikning. Sekvensläsningar kvalitetsfiltreras och mappas mot referensgenom eller sammanfogas genom de novo-assemblering.

Täckningsdjup anger hur många läsningar som stöder en position. Hög täckning förbättrar möjligheten att skilja verkliga minoritetsvarianter från sekvenseringsfel, men ett högt genomsnittligt djup garanterar inte att alla regioner är täckta. Variantfrekvensen är andelen läsningar som bär en viss variant och måste bedömas mot metodens validerade felprofil och rapporteringsgräns.

Resistensdiagnostik kopplar påvisade mutationer till känd eller förväntad läkemedelskänslighet. Genotypisk resistensanalys är snabbare än fenotypisk odling men kan endast tolka kända eller biologiskt karakteriserade samband. Vid utbrottsspårning måste genetisk likhet kombineras med tid, plats och kontaktdata; identiska eller närbesläktade sekvenser bevisar inte ensamma en direkt transmissionskedja.

Antigendetektion

Antigendetektion använder antikroppar för att påvisa patogenprotein. I en sandwich-ELISA binds antigen först av en infångningsantikropp på en fast fas. En andra, märkt detektionsantikropp binder en annan epitop. Efter tvätt genereras en enzymatisk signal som jämförs med en definierad cutoff.

Immunfluorescens använder fluorescensmärkta antikroppar för att lokalisera antigen i cellutstryk eller vävnad. Immunoperoxidas använder en enzymmärkt antikropp som ger en färgad fällning i antigenpositiva celler. Metoderna visar även antigenets cellulära eller histologiska lokalisering men kräver representativt material och erfaren mikroskopisk bedömning.

Lateralflödestest bygger på kapillär migration längs ett membran. Provets antigen binder en märkt antikropp och komplexet fångas vid testlinjen. Kontrollinjen ska utvecklas oberoende av målprotein och visar att vätskan migrerat och reagenserna fungerat. Utebliven kontrollinje innebär ogiltigt test, oavsett testlinjens utseende.

Svarstiden är typiskt 10–30 minuter. Antigentest är ofta mindre känsliga än NAAT när antigenbördan är låg, exempelvis tidigt, sent eller vid bristfällig provtagning. Ett negativt snabbtest vid hög klinisk misstanke bör därför kunna följas av molekylär analys. Positiva resultat måste också tolkas utifrån testets specificitet och den aktuella prevalensen.

Det humorala immunsvarets kinetik

Efter infektion tar antigenpresenterande celler upp patogenmaterial och presenterar peptider för T-celler. B-celler som binder antigen via sin B-cellsreceptor får, vid T-cellsberoende svar, kostimulering och cytokinsignaler. De prolifererar och differentierar till antikroppsproducerande plasmaceller och minnes-B-celler.

Det initiala svaret domineras ofta av IgM. I germinalcentrum sker somatisk hypermutation, selektion av kloner med högre affinitet och klassbyte till bland annat IgG, IgA eller IgE. Långlivade plasmaceller kan fortsätta producera antikroppar efter att infektionen upphört. IgM kan emellertid persistera, återkomma vid reinfektion eller vara falskt positivt och är därför inte en universell markör för akut primärinfektion.

Före serokonversion föreligger ett diagnostiskt fönster där serologin är negativ trots infektion. Tidsförloppet varierar mellan patogener och individer. Immunsuppression kan ge fördröjt, svagt eller uteblivet svar. Hos spädbarn kan maternellt IgG passera placenta och kvarstå under de första levnadsmånaderna, medan maternellt IgM normalt inte överförs på samma sätt.

Bindande antikroppar känns igen i vanliga immunanalyser men behöver inte blockera infektion. Neutraliserande antikroppar mäts funktionellt genom sin förmåga att hämma inträde eller replikation. Inte heller en viss neutraliserande nivå innebär automatiskt fullständigt skydd: skyddande immunitet kan bero på antikroppsnivå, funktion, slemhinneimmunitet, T-cellsimmunitet och patogenens antigenvariation.

Serologiska analysmetoder

I indirekt ELISA är ett antigen bundet till en fast fas. Patientantikropp binder antigenet och detekteras med en enzymmärkt anti-human immunglobulinantikropp. Kompetitiv ELISA mäter i stället hur patientens antikroppar konkurrerar med en märkt antikropp; starkare patientreaktion kan då ge lägre signal. Kemiluminiscensbaserade immunanalyser använder ljusgenererande reaktioner och är ofta helautomatiserade.

Vid titerbestämning späds serum vanligen tvåfaldigt, exempelvis 1:8, 1:16, 1:32 och 1:64. Titern är den högsta spädning som fortfarande ger positiv reaktion. En ökning från 1:16 till 1:64 motsvarar en fyrfaldig stegring och ger stöd för nyligen genomgången infektion när proven analyseras med samma metod, helst i samma körning. En tvåfaldig förändring kan ligga inom metodens och avläsningens variation.

Neutralisation mäter funktionell hämning av infektion och kan vara mer specifik än bindningsanalyser, men är resurskrävande och kan behöva cellkultur och hög biosäkerhetsnivå. Hemagglutinationshämning används för virus som agglutinerar erytrocyter; antikroppstitern motsvarar den högsta serumspädning som förhindrar agglutination. Resultatet påverkas av virusstam, erytrocytart och ospecifika serumhämmare.

IgG-avidity beskriver den sammanlagda bindningsstyrkan mellan polyklonalt IgG och antigen. Tidigt efter primärinfektion är aviditeten ofta låg och ökar genom affinitetsmognad. Låg aviditet kan stödja relativt nylig primärinfektion, medan hög aviditet ofta talar emot en helt färsk primärinfektion. Tidsgränserna är patogen- och metodberoende och aviditet ska inte tolkas som en fristående exakt datering.

Serologisk tolkning och integrerad klinisk användning

Kombinationen av IgM och IgG kan ge en preliminär tolkningsram, men mönstren är inte universella tidsmarkörer. Assayformat, vaccination, tidigare infektioner och patientens immunsituation måste beaktas.

IgM kan kvarstå långt efter den akuta infektionen och korsreagera med närbesläktade agens. Polyklo­nal B-cellsaktivering, autoantikroppar och annan samtidig infektion kan ge ospecifik reaktivitet. Ett isolerat IgM-fynd med låg pretest-sannolikhet bör därför inte automatiskt diagnostiseras som akut infektion. Konfirmation med annan metodprincip eller nytt prov kan vara nödvändig.

IgG kan avspegla infektion eller vaccination. För vissa patogener kan antikroppsnivån relateras till ett etablerat skyddskorrelat, men för andra innebär ett positivt IgG endast tidigare antigenkontakt. Tillförda immunglobuliner, blodprodukter eller monoklonala antikroppar kan ge passivt positiva resultat. Reinfektion kan ge ett snabbt IgG-svar utan tydligt IgM, och immunsupprimerade kan förbli seronegativa trots påvisad infektion.

Vid kort symtomduration och misstanke om aktiv infektion prioriteras vanligen PCR eller annan direktdiagnostik från rätt anatomisk lokal. Antigentest kan användas när snabbhet är viktig och patogenbördan förväntas vara hög, men ett negativt resultat vid hög misstanke följs med känsligare NAAT. Serologi är särskilt värdefull när direktdiagnostikens tidsfönster har passerat, vid immunitetsbedömning eller när ett dokumenterat titerförlopp efterfrågas.

En praktisk integrerad strategi är att:

1. formulera frågan: aktiv infektion, immunitet, behandlingsuppföljning, resistens eller smittspårning,
2. uppskatta pretest-sannolikheten utifrån epidemiologi, symtom och tidsförlopp,
3. välja rätt provlokal och metod för aktuell sjukdomsfas,
4. granska analyskontroller och preanalytiska förhållanden,
5. konfirmera oväntade resultat med omprov, alternativ målsekvens eller annan metodprincip,
6. diskutera svårtolkade fynd med kliniskt mikrobiologiskt laboratorium.

Rapporten bör skilja mellan påvisad analyt, klinisk tolkning och metodens begränsningar. Osäkra fynd kan rapporteras som gränsvärde, svagt positivt, inkonklusivt eller ogiltigt enligt metodens validering. Laboratoriesamråd är särskilt viktigt vid lågprevalenstestning, graviditet, CNS-infektion, immunsuppression, misstänkt behandlingssvikt och resultat som får stora konsekvenser för isolering eller terapi.

Källor

• Laboratory diagnosis of viral infections
• Laboratoriediagnos av virusinfektion
• Laboratory diagnosis of viral infections